Un contrôle photosynthétique PSII est activé dans des cultures anoxiques d'algues vertes après illumination

Communications Biology volume 6, Article number: 514 (2023) Citer cet article

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La production d'hydrogène photosynthétique à partir de microalgues est considérée comme ayant un potentiel en tant que source d'énergie renouvelable. Pourtant, le processus a deux limites principales qui l'empêchent de passer à l'échelle ; (i) la perte d'électrons aux processus concurrents, principalement la fixation du carbone et (ii) la sensibilité à l'O2 qui diminue l'expression et l'activité de l'enzyme hydrogénase catalysant la production de H2. Nous rapportons ici un troisième défi, jusqu'alors inconnu : nous avons constaté que sous anoxie, un interrupteur de ralentissement est activé dans le photosystème II (PSII), diminuant de trois fois la productivité photosynthétique maximale. En utilisant du PSII purifié et en appliquant des techniques de spectroscopie et de spectrométrie de masse in vivo sur des cultures de Chlamydomonas reinhardtii, nous montrons que cet interrupteur est activé sous anoxie, dans les 10 s suivant l'illumination. De plus, nous montrons que la récupération au taux initial a lieu après 15 min d'anoxie sombre et proposons un mécanisme dans lequel la modulation du transfert d'électrons au site accepteur du PSII diminue sa sortie. De telles connaissances sur le mécanisme élargissent notre compréhension de la photosynthèse anoxique et de sa régulation dans les algues vertes et inspirent de nouvelles stratégies pour améliorer les rendements bioénergétiques.

Le flux d'électrons photosynthétiques est crucial pour le développement d'une vie complexe sur terre, car dans ce processus, la lumière du soleil est capturée en tant que source d'énergie primaire pour la plupart des organismes vivants. Ce processus est surtout connu pour son rôle dans l'évolution de l'O2 par le photosystème II (PSII) des cyanobactéries, des algues et des plantes1,2. Cependant, la récolte de la lumière du soleil, bien que très efficace en tant que source d'énergie principale, ne va pas sans défis. L'instabilité et l'incohérence des niveaux d'éclairement sont l'un des principaux problèmes auxquels les plantes sont confrontées. Pour surmonter ces problèmes, les plantes ont développé un réseau sophistiqué de processus de régulation qui règlent l'efficacité de l'appareil photosynthétique. Le processus de flux d'électrons est constamment régulé pour contourner les barrières en fonction de la disponibilité des métabolites de l'appareil photosynthétique. L'équilibre redox et la sous-localisation des complexes dans la membrane thylakoïde ont tous deux été postulés pour poser un "contrôle photosynthétique" et maintenir le flux d'électrons pour s'adapter à la capacité du système3,4. Les microalgues vertes, qui sont continuellement soumises à des changements environnementaux, ont également développé plusieurs mécanismes de régulation pour faire face aux changements rapides de qualité et d'intensité de la lumière5. Ces processus permettent aux cellules de faire face aux transitions rapides de l'obscurité car ils augmentent la quantité de produits en aval disponibles des deux photosystèmes, et atténuent ainsi les limitations du côté accepteur. Cependant, lorsqu'une telle transition se produit sous anaérobiose, en raison de la respiration des cellules ou du piégeage externe d'O2, l'évolution de H2 par l'hydrogénase, qui est autrement sujette à l'inactivation par O26, devient la seule valve efficace pour faire face à un excès d'énergie lors de ces expositions soudaines à la lumière7,8,9.

La production de H2 à partir d'algues vertes attire de nombreuses recherches, car elle est considérée comme une source potentielle d'énergie renouvelable. Récemment, une percée possible vers son évolutivité a été réalisée, car une production prolongée de H2 ambiant a été démontrée10,11. En conséquence, il a été démontré que les deux principaux défis qui ont freiné la production évolutive de H2 des algues vertes (l'inactivation par les dommages causés par l'O2 et la concurrence avec la fixation du CO212,13) peuvent être résolus. En effet, il a été précédemment démontré que la stimulation des cellules avec une lumière fluctuante, allant de quelques minutes ou moins, peut limiter l'O2 à de faibles niveaux et ainsi améliorer la durabilité de la production de H27,14,15. Cependant, de telles tentatives ont résolu une autre barrière, encore non identifiée, pour l'évolution de H2. Il a été démontré que l'exposition initiale à la lumière, après une incubation anaérobie dans l'obscurité, déclenche un flux rapide d'électrons, comme le rapportent les taux élevés d'évolution de H2. En revanche, des expositions successives entraînent une diminution de 3 fois de l'accumulation de H2, quel que soit le nombre de cycles d'obscurité et de lumière7. À ce jour, le mécanisme responsable de cette baisse spectaculaire reste insaisissable. Dans ce travail, nous avons exploré les origines de cette diminution massive via les évaluations des flux d'électrons globaux et locaux dans des cultures d'algues intactes et des complexes PSII purifiés. Nous avons enregistré et intégré les processus de transport d'électrons depuis le centre de développement d'oxygène (OEC) du PSII jusqu'aux processus en aval du PSI. Nos résultats suggèrent que le "contrôle photosynthétique" activé par redox, qui est responsable d'un ralentissement de l'activité de Cytb6f, génère des limitations d'accepteur sur PSII, ce qui modifie son mécanisme interne de flux d'électrons et provoque une réduction massive de la sortie effective d'électrons. Cette régulation à la baisse, impliquant peut-être la photoréduction de O2 au site accepteur de PSII et éventuellement une conformation alternative de son arrangement de résidus de site accepteur, se traduit plus tard par une diminution remarquable de la production de H2.

Les cultures anoxiques sombres de microalgues vertes émettent immédiatement du H2 à des taux élevés lors de l'exposition à la lumière. Pour examiner sa cinétique, des cellules de C. reinhardtii ont été cultivées en milieu mixotrophe et incubées sous anoxie sombre pendant une heure. Comme décrit précédemment7, après incubation, nous avons exposé les cellules à la lumière (370 µE m−² s−¹) pendant 2 min, et les concentrations de H2 et O2 dégagés ont été contrôlées à l'aide d'un spectromètre de masse à membrane (MIMS)16 (Fig. .1a, b). Comme prévu, après une bouffée initiale, le taux d'évolution de H2 a diminué rapidement jusqu'à un arrêt complet. Lorsque l'accumulation de H2 a plafonné, la lumière a été éteinte. Surtout, le suivi de l'accumulation d'O2 nous a permis de garder les cellules dans l'obscurité pendant suffisamment de temps pour respirer complètement l'O2 (3 à 5 min), donc maintenir l'anoxie. Nous avons ensuite illuminé à nouveau les cellules pendant 2 min et observé que l'évolution de H2 reprenait. Ces fluctuations lumière / obscurité (cycles) se sont répétées quatre fois, et bien que H2 ait évolué dans toutes les expositions successives à la lumière, nous avons observé une diminution globale d'environ 3 fois des taux d'accumulation de H2 par rapport à la première exposition à la lumière (Fig. 1a— pointillés ou pleins). Fait intéressant, nous avons également observé que l'exposition initiale déclenchait une augmentation linéaire immédiate de l'évolution nette de l'O2, contrairement aux expositions successives dans lesquelles une augmentation exponentielle peut être observée (Fig. 1b - tirets vs solides). Pour évaluer si ces différences se limitent uniquement à la croissance mixotrophe, nous avons effectué un test similaire, en utilisant des cellules cultivées dans des conditions autotrophes (Figure 1 supplémentaire). Notamment, les taux de production de H2 étaient plus faibles dans les cultures photo-autotrophes, comme nous l'avons signalé précédemment7. Étant donné que ces conditions stimulent des taux plus élevés d'évolution de l'O2, l'O2 accumulé augmente l'inhibition compétitive de l'activité de l'hydrogénase (par des réactions telles que "Mehler-like", Mehler et autres17). Nous avons donc effectué ces mesures en présence ou en l'absence de piégeurs d'O2 (Glucose oxydase [GOx], alimentée en glucose et en catalase). L'ajout de ces piégeurs a légèrement augmenté la quantité de H2 accumulée, de 10,7 ± 1,7 µM H2 en leur absence à 14,4 ± 1,3 µM H2 en leur présence (environ la moitié de la valeur accumulée sous des cellules adaptées mixotrophes, 32,6 ± 2,5 µM H2 ). De plus, comme observé pour les conditions mixotrophes, nous avons observé une forte baisse des taux de production de H2, entre la première et les expositions successives à la lumière (pour les deux traitements), qui s'élevaient à 50 ± 1 % et 65 ± 6 % d'inhibition, en l'absence ou la présence de piégeurs d'O2, respectivement.

Des cultures mixotrophes de C. reinhardtii de type sauvage (souche CC124) ont été incubées pendant une heure sous anaérobiose sombre, après quoi elles ont été soumises à des fluctuations lumineuses de 2 min sous illumination (à une irradiance de 370 µmol photons m−² s−¹, blanc fond), suivi de 3 min d'obscurité (fond gris). Sont représentées les différences entre l'exposition initiale à la lumière (en pointillés) et la moyenne des expositions successives (en continu). Les concentrations de H2 (a) et O2 (b) ont été mesurées à l'aide de MIMS, et la fluorescence Chl a a été mesurée simultanément à l'aide de PAM (c). Pendant les illuminations, les cellules ont été exposées à des impulsions saturantes (marquées d'une flèche rouge), pour évaluer l'intensité de fluorescence maximale. Le même protocole a été utilisé pour évaluer les changements de décalages électrochromiques (à 520–546 nm) par un JTS (d), pour lequel les cellules ont été exposées à un flash laser de 30 s avant chaque exposition à la lumière (voir les flèches noires dans le panneau a ). Les graphiques de droite dans chaque panneau montrent une comparaison entre l'initiale (en pointillés) et la moyenne des trois expositions successives (solides), par rapport à leur état au début de la lumière ou au flash laser (temps, 0). Chaque courbe représente le résultat moyen d'au moins 3 répétitions biologiques.

Les mesures nettes d'O2 ne sont pas suffisantes pour estimer correctement l'efficacité du PSII car elles ne peuvent refléter sa production brute qu'à un certain niveau. Par conséquent, nous avons également testé les altérations de l'efficacité photosynthétique en mesurant la chlorophylle (Chl) a fluorescence18,19 (Fig. 1c). La cinétique de fluorescence de Chl a, suite à l'anoxie sombre, présente deux pics20. Le premier pic est atteint immédiatement après l'exposition à la lumière, car tous les sites QB sont occupés par du plastoquinol21. Le deuxième pic est atteint plusieurs secondes plus tard en raison de l'un ou l'autre; (i) l'activation des processus en aval, en particulier la fixation du CO2 par le cycle CBB22, (ii) les changements conformationnels du PSII19,23, ou (iii) la distribution des complexes d'antenne LHCII (transition d'état)24. Suite à ces pics, le signal de fluorescence atteint un état stationnaire. Comme prévu, nous avons observé qu'à l'exposition initiale à la lumière, le signal augmentait pendant une durée de 30 s (pointillés sur la Fig. 1c)25. En revanche, les illuminations successives ont déclenché une forte augmentation immédiate, dans le laps de temps du premier pic de l'exposition initiale et n'ont présenté aucun pic supplémentaire. Il convient de noter, cependant, qu'après 60 s d'éclairage, toutes les traces de fluorescence se sont égalisées et ont régulièrement diminué de la même manière. Pour évaluer si la dissipation thermique ou la transition d'état ont été altérées, nous avons exposé les cellules à une impulsion saturante, lorsque les traces ont atteint l'état d'équilibre (voir les flèches rouges sur la figure 1c) et avons déterminé la fluorescence maximale (Fm '). Nous n'avons observé aucun changement significatif entre les expositions à la lumière (Figure 2 supplémentaire), indiquant des changements minimes, le cas échéant, dans l'ampleur de l'extinction non photochimique, ni une diminution de l'efficacité du PSII due à la transition d'état lorsque les cellules atteignent l'état d'équilibre. Pour vérifier qu'en effet aucun changement dans l'emplacement des antennes LHCII n'a eu lieu, nous avons échantillonné des cellules directement à partir de la cuvette de l'expérience et examiné leurs spectres de fluorescence à 77 ° K (Figure 3 supplémentaire). Nous avons observé que les pics, qui sont observés à ~680 nm et ~710 nm, ne montrent aucune altération entre la première impulsion lumineuse et les suivantes, ce qui indique que le temps d'exposition à la lumière (2 min) n'est pas suffisant pour générer une transition d'état26, dans conformément aux recherches antérieures9.

Pour vérifier que les changements ne proviennent pas d'altérations de l'efficacité globale des photosystèmes, nous avons examiné les différences de décalages électrochromiques (ECS) entre les expositions à la lumière, en suivant les changements d'absorbance à 520 et 546 nm27 (Fig. 1d, voir aussi ; noir flèches sur la figure 1a). Lorsque les cellules sont exposées à un seul flash laser de renouvellement, leur absorbance est modifiée via un changement de phase en 3 phases27. L'augmentation initiale du signal ECS (appelée "phase a") dure moins d'une milliseconde et est le produit de séparations de charge se produisant dans les deux photosystèmes, par conséquent une diminution du signal peut signaler la diminution de l'activité PSII et PSI. Au cours de la deuxième phase (appelée "phase b"), qui dure généralement jusqu'à 10 ms28, le signal ECS augmente en raison d'une accumulation de potentiel de membrane, principalement via Cytb6f. Dans la phase finale (appelée "phase c"), le signal diminue de façon exponentielle en raison de la dissipation du potentiel membranaire via l'activité ATPase. Ici, nous avons observé que tous les flashs, qui ont été donnés avant chaque exposition à la lumière (voir les flèches noires sur la Fig. 1a), ont déclenché un décalage identique, indiquant que l'état redox au début de la lumière était similaire entre les fluctuations lumineuses (Fig. 1d).

Il a été précédemment montré que l'activation du flux d'électrons cyclique PSI, par une exposition continue à la lumière, augmente la force motrice des protons à travers la membrane thylakoïde, ce qui initie le "contrôle photosynthétique"29, et provoque ainsi un changement dans les étapes limitant la vitesse de l'appareil photosynthétique. . Le contrôle photosynthétique est activé par un équilibre redox élevé, qui dépend de la durée de l'irradiance. Une telle régulation a été proposée pour diminuer le flux linéaire d'électrons3, et par la suite diminuer la production de H230. Par conséquent, on pourrait suggérer que de tels changements dans le flux d'électrons devraient nécessiter un temps suffisant pour une accumulation de l'équilibre redox à travers la membrane thylakoïde. Pour tester cette hypothèse, après une heure d'incubation dans l'obscurité, nous avons exposé les cultures à la lumière, pendant une durée variable, entre 5 et 180 s (Fig. 2a). Ensuite, les cellules ont été maintenues dans l'obscurité pendant 3 min, avant d'être exposées à la lumière une deuxième fois, pendant 2 min supplémentaires. Deux autres fluctuations (de 3 min d'obscurité/2 min d'illumination, marquées comme expositions III et IV) ont été effectuées pour vérifier qu'en effet aucun autre changement ne se produit pendant l'expérience. Nous avons ensuite suivi l'évolution de H2 (Fig. 2b) et la cinétique lente de la fluorescence Chl a (Fig. 2c) pendant la deuxième illumination de 2 min (voir carré sur la Fig. 2a) et tracé les résultats en fonction de la durée précédente de la exposition initiale (c'est-à-dire exposition I). Nos résultats montrent que l'activation du mécanisme de régulation photosynthétique augmente progressivement au cours des 30 premières s d'illumination (conformément à notre observation sur la Fig. 1b).

a Des cellules CC124 de souche sauvage Mixotrophic C. reinhardtii ont été testées pour l'évolution de H2 dans un MIMS. Les cellules ont été incubées pendant une heure sous anaérobiose sombre, après quoi elles ont été éclairées (370 µE m−² s−¹) pendant une durée de 5, 10, 20, 30, 45, 60, 120 ou 180 s (exposition I, voir échelle de temps boulonnée). On présente ici la trace, qui a été mesurée en exposant les cellules pendant une durée de 45 s en exposition I. Suite à l'exposition initiale à la lumière, les cellules ont été maintenues dans l'obscurité pendant 3 min (fond gris) et illuminées à nouveau pendant 2 min, trois fois (expositions II, III et IV, fond blanc). Pour comparer les effets de la durée d'exposition I sur la régulation photosynthétique, les résultats qui ont été mesurés pendant l'exposition II ont été tracés par rapport à la concentration accumulée de H2 (b) et à l'efficacité photosynthétique, qui a été évaluée par des mesures de fluorescence Chl a (c). Les déplacements électrochromiques ont été déterminés en mesurant les changements d'absorbance des cellules (520–546 nm). Trois secondes après l'exposition I (voir la flèche en pointillés dans le panneau a), les cellules ont été exposées à un flash laser de 5 ns et la séparation de charge a été mesurée (d). L'indice de couleur dans tous les panneaux correspond à la durée d'exposition I (allant en secondes) : 5—violet, 10—bleu, 20—cyan, 30—vert, 45—vert clair, 60—jaune, 120—rouge et 180—foncé rouge. Chaque expérience a été répétée en utilisant au moins trois répétitions biologiques. Les barres d'erreur indiquent l'erreur standard (n ≥ 3).

Pour mieux comprendre l'activation du "contrôle photosynthétique", nous avons surveillé l'accumulation de l'équilibre redox qui lui est associé. Nous avons exposé les cellules à un court flash laser 3 s après l'exposition initiale à la lumière (voir la flèche noire sur la Fig. 2a) et mesuré les changements dans la cinétique de l'accumulation d'ECS (Fig. 2d). Nous avons observé que, bien qu'aucune différence dans la séparation rapide des charges à la "phase a" ne soit apparente (Figure 4 supplémentaire), l'accumulation du potentiel redox, vue par l'absence d'augmentation apparente de la trace à la "phase b", est progressive ce qui est en accord avec la diminution de la production de H2. De tels changements du potentiel redox devraient également diminuer le flux d'électrons via Cytb6f, en raison de l'activation du "contrôle photosynthétique", et donc progressivement poser une limitation côté donneur sur PSI et une limitation côté accepteur sur PSII. Une telle limitation pourrait finalement entraîner une diminution du taux de flux d'électrons linéaires, qui est également considéré comme un taux inférieur de production de H2. Il est bien sûr possible qu'une activité amplifiée de l'ATPase, qui s'observe comme un déclin accéléré de la "phase c", diminue l'accumulation de charge membranaire et donc diminue l'amplitude observée dans la "phase b"31. Cependant, cela devrait à nouveau indiquer une formation rapide d'équilibre redox, car il est nécessaire pour induire une telle activité accélérée de l'ATPase, et par conséquent, devrait également entraîner une génération de "contrôle photosynthétique" qui formerait des limitations d'accepteur sur PSII. Ces résultats sont conformes à la notion selon laquelle sous anoxie, l'équilibre redox formé diminue le taux de flux d'électrons linéaires. Or, nous suggérons ici que ces traits génèrent une limitation plus grave, qui se situe au sein du PSII, par une altération de son mécanisme de fonctionnement.

Afin d'identifier la cause de la diminution apparente du flux d'électrons linéaires, nous avons évalué l'effet de l'anoxie sur l'activité du PSII isolé. Dans ce but, nous avons purifié des complexes PSII à partir de cellules CC124 de la souche sauvage de C. reinhardtii et examiné les taux d'évolution de l'O2 à l'aide d'une sonde Pyroscience FireSting O232 (Fig. 3a). Nous avons exposé des complexes PSII purifiés à la lumière actinique en présence de 2,5-dichloro-p-benzoquinone (DCBQ) afin qu'ils ne soient pas confrontés aux limitations du côté accepteur sur le site QB. Les complexes ont été exposés à 10 s d'illumination, au cours desquelles les taux d'évolution de l'O2 ont été déterminés, avant que la lumière ne soit éteinte pendant une minute. Ensuite, nous les avons exposés pendant encore 10 s d'éclairement, et déterminé l'activité résiduelle de la 2ème exposition, par rapport à la 1ère. Puisque nous avons examiné les effets de l'anoxie sur l'activité du PSII, nous avons mené l'expérience dans des conditions aérobies ou anoxiques, qui ont été établies en rinçant les échantillons avec du N2 (Fig. 3a, Aérobie contre Anoxie, respectivement). De plus, pour évaluer les effets du bicarbonate (qui a été ajouté sous forme de NaHCO3, voir "Méthodes"), nous avons mené la même expérience en sa présence ou en son absence totale. Les résultats montrent que les conditions anoxiques sombres diminuent gravement l'activité du PSII jusqu'à 70 %, lors des expositions initiales à la lumière, conformément aux observations précédentes33. Les résultats montrent également que l'exposition initiale à la lumière n'a pas été affectée par la présence ou l'absence de NaHCO3 (dans des conditions ni aérobies ni anoxiques). Il convient de noter que le barbotage de N2 a abaissé la concentration de bicarbonate de 10 mM à 7,5 mM, telle que mesurée par MIMS (Figure 5 supplémentaire). Fait intéressant, nous avons observé qu'à la 2e illumination, les taux d'évolution de l'O2 n'étaient pas affectés dans des conditions aérobies, ni en présence ni en l'absence de NaHCO3. Cependant, les conditions anoxiques ont déclenché une activité réduite d'environ 45 % dans la 2ème illumination (avec une signification de pv = 0,0154 dans le test t d'un étudiant), uniquement en présence de NaHCO3.

Les complexes PSII ont été isolés à partir de cellules CC124 de la souche sauvage de C. reinhardtii et leur activité a été testée par une sonde Pyroscience FireSting O2, (a). Les complexes ont été testés en l'absence ou en présence de NaHCO3 10 mM (réel 7,5 mM) pour imiter des conditions à haute teneur en carbone, et examinés dans des conditions aérobies ou anoxiques. Les complexes ont été exposés deux fois pendant 10 s de lumière, avec une période d'obscurité d'une minute entre les deux. Les taux de la 1ère (bleue) et de la 2ème (blanche) exposition sont indiqués pour chaque ensemble de conditions. Sont également indiqués les taux d'activité résiduelle entre chaque exposition alignée (selon le taux moyen). Des complexes en présence de NaHCO3 ont également été testés pendant des périodes accrues d'illuminations de 5, 10, 20 ou 30 s (violet, bleu, cyan et vert, respectivement), dans des conditions aérobies (rayées) ou anoxiques (solides) dans la présence de 10 mM (réel 7,5 mM) de NaHCO3 (b). Présenté sont le taux résiduel d'O2, qui a été accumulé dans la deuxième exposition, par rapport à l'illumination initiale. Le tableau ci-dessous présente les taux des 1ères et 2èmes expositions pour chaque traitement (µmol O2 mg Chl−1 h−1) ainsi que le nombre de répétitions pour chaque résultat. De plus, la différence entre les traitements aérobie et anoxique a été analysée à l'aide d'un test t de Student. Les valeurs P sont indiquées pour chaque couple. Chaque expérience a été répétée en utilisant au moins trois répétitions biologiques. Les données sont présentées sous forme de boîtes à moustaches.

Dans nos examens in vivo, nous avons observé que l'inhibition de l'activité PSII apparente augmente lors d'expositions prolongées à la lumière (Fig. 2). Pour tester ces effets sur des complexes PSII isolés, nous les avons éclairés à des durées de 5, 10, 20 ou 30 s (Fig. 3b, respectivement violet, bleu, cyan et vert, la coloration correspond à d'autres panneaux). Comme précédemment, les complexes ont été exposés à deux illuminations, le taux d'évolution de l'O2 a été déterminé pour chaque exposition et le rapport d'activité résiduelle a été calculé pour chaque durée d'exposition. Remarquablement, dans des conditions aérobies, aucune diminution de l'activité PSII n'a été observée tout au long des expositions et une activité soutenue d'environ 85% (Fig. 3b, colonnes rayées). En revanche, les complexes qui ont été exposés à la lumière sous anoxie en présence de bicarbonate, ont présenté une diminution progressive de leur activité en concomitance avec des durées d'exposition accrues, et ont été déterminés à dégager 63% moins d'O2 pendant 30 s d'illuminations, ce qui est en conforme à nos observations in vivo.

Puisque nous avons observé que l'exposition à la lumière déclenchait une diminution du flux linéaire d'électrons, nous avons examiné si ces modulations étaient permanentes ou pouvaient être inversées par une obscurité anoxique prolongée. Dans ce but, nous avons progressivement augmenté la durée d'obscurité entre les expositions à la lumière, qui ont été fixées à un éclairage constant de 2 minutes (Fig. 4a). Les périodes de récupération à l'obscurité ont été chronométrées à 3, 5, 7, 10 et 15 min, avec 3 min supplémentaires d'obscurité avant la dernière illumination pour vérifier que les altérations observées sont bien dues à la durée de l'obscurité, plutôt qu'au temps total que passé dans l'expérience (marqué d'un astérisque ; 3*). De plus, pour éliminer les interférences possibles par l'O2 accumulé, nous avons ajouté un piégeur d'O2, la glucose oxydase (GOx, fournie avec du glucose et de la catalase34). Les résultats montrent que la diminution de l'évolution de H2, après 3 min d'obscurité n'est pas affectée par l'absence d'O2 (Fig. 4b), et que le taux d'évolution de H2 augmente en fonction du temps de récupération à l'obscurité. Nous avons également observé que les cellules ont besoin d'au moins 15 min d'obscurité pour retrouver complètement le taux d'évolution initial de H2. Puisque nous avons précédemment observé des altérations de l'activité PSII (Fig. 1c), nous avons suivi les changements de fluorescence Chl a (Fig. 4c) simultanément avec les mesures MIMS. Ici, nous avons observé les mêmes changements graduels dans la montée précoce de la fluorescence d'environ 60 s, ce qui indique que l'activité du PSII a bien été récupérée dans la période d'obscurité de 15 min. Pour vérifier que la transition d'état n'a pas réduit l'intensité de fluorescence, nous avons exposé les cellules à une impulsion saturante 60 s avant et 30 s après chaque période d'éclairage et n'avons observé aucune différence entre les valeurs de fluorescence maximales appariées (Figure 6 supplémentaire). Nous pourrions donc conclure que l'activité potentielle du PSII n'est pas diminuée en raison des photodommages ou des transitions d'état.

Après une heure d'incubation dans l'obscurité en présence de piégeurs d'O2 (GOx), les cellules CC124 de la souche sauvage de C. reinhardtii ont été soumises à une série d'expositions à la lumière d'une durée fixe (370 µE m−2 s−1 pendant 2 min, blanc fond) éclos avec une durée croissante d'incubations sombres anoxiques 0–15 min. une accumulation de H2 en fonction du temps d'incubation à l'obscurité précédé (fond gris) entre 2 min d'éclairement fixe. La production de H2 dans chaque exposition à la lumière a été mesurée par MIMS et la trace est mise en évidence en fonction de sa durée précédente d'incubation à l'obscurité (exposition initiale, 0-pointillés, 3 min-violet, 5 min-bleu, 7 min-vert, 10 min - jaune, 15 min - rouge, 3 min supplémentaires - rose pointillé, le même indice de couleur a été utilisé pour toutes les traces dans tous les panneaux). b Pour faciliter la comparaison entre les différences de traces d'accumulation de H2 présentées dans le panneau a, toutes les traces mesurées à chaque période d'éclairage sont tracées en même temps en utilisant une seule période fixe. c Pour évaluer les changements dans l'efficacité photosynthétique du PSII, la fluorescence Chl a a été mesurée simultanément. Lors de chaque illumination, les cellules ont été exposées à une impulsion saturante et la fluorescence maximale (Fm') a été déterminée. L'efficacité photosynthétique a ensuite été normalisée à Fm'. d La thermoluminescence des cellules d'algues intactes a été mesurée après 2 flashs de renouvellement simples (STF) espacés de 1 s. Les échantillons ont été mesurés après une heure d'incubation anaérobie à l'obscurité (gris). Ensuite, ils ont été éclairés pendant 2 min suivis d'une relaxation sombre de 5 (bleu) ou 15 (rouge) minutes, et de la température à laquelle les valeurs maximales de la bande B ont été détectées. Les valeurs obtenues ont été tracées dans des box plots. Chaque expérience a été répétée en utilisant au moins trois répétitions biologiques.

Nous avons ensuite examiné les altérations du transport d'électrons au sein du PSII, en évaluant l'effet de l'exposition à la lumière sur les cellules intactes par thermoluminescence (TL). L'émission de lumière à partir d'un échantillon pré-éclairé pendant l'augmentation de la température fournit des informations précieuses sur les réactions de recombinaison de charge se produisant dans le PSII (pour des revues sur le sujet, voir les réf. 35, 36). Lorsque des cellules ou des feuilles intactes sont exposées à deux flashs de renouvellement uniques, la "bande B" apparaît avec un maximum vers 20 à 40 °C, provenant d'une recombinaison mixte de QB- avec les états S2 et S3 de l'OEC35. Nous avons mesuré les cellules intactes après une heure d'incubation anoxique dans l'obscurité et observé l'intensité maximale de la bande B à 18,1 ± 1,5 ° C (Fig. 4d, les traces brutes et les effets des flashs supplémentaires sur la bande B sont présentés dans (Figure 7 supplémentaire )). Nous avons ensuite exposé les cellules à 2 min de lumière, suivies de 5 min d'obscurité et effectué une mesure TL après deux flashs. Quelques minutes d'adaptation à l'obscurité suffisent généralement pour une récupération complète de la bande B ; cependant, dans les cultures anoxiques illuminées pendant 2 min, une diminution majeure de l'intensité de la bande B a été observée, indiquant qu'une moindre recombinaison de charge s'est produite entre les états S2 et S3 de l'OEC et du QB- ou, alternativement, une recombinaison s'est produite par voie non radiative. voies37,38. De plus, la position du pic de l'intensité maximale de TL a été abaissée de manière significative, à 12,3 ± 1,0 ° C (avec une valeur p de 0,005 dans le test t d'un étudiant). Ces changements indiquent que l'équilibre redox entre QA- et QB- a été modifié vers QA-, facilitant la recombinaison de charge entre QA- et le côté donneur. Pour évaluer si ces changements sont effectivement inversés pendant de plus longues périodes d'obscurité anoxique, nous avons exposé les cellules à une seconde période d'éclairage de 2 minutes suivie de 15 minutes d'obscurité anoxique. Nous avons observé que l'intensité et la position maximale de la bande B (18,4 ± 1,7 ° C) se sont largement rétablies après 15 min d'anoxie sombre. Ces résultats indiquent que les réactions de recombinaison de charge au sein du PSII sont altérées par l'exposition à la lumière de manière réversible. Les données suggèrent également que la cause de la diminution apparente de la sortie du flux d'électrons total sous anaérobiose peut être expliquée par des changements survenant au sein du PSII.

Dans la nature, les algues vertes sont soumises à divers changements environnementaux. Puisqu'ils reposent principalement sur le fonctionnement de l'appareil photosynthétique, bon nombre de ces changements sont résolus par la capacité des cellules à alterner rapidement le cours de leur flux d'électrons métaboliques39,40. En effet, l'activation ou la désactivation des puits d'électrons a fait l'objet de nombreuses recherches récemment et s'est avérée jouer un rôle crucial dans la capacité des cellules à maintenir la fonctionnalité5,7,8,15. Dans ce travail, nous démontrons que les algues vertes sous anoxie ont des mécanismes de régulation supplémentaires qui ont un effet profond sur la productivité globale de l'appareil photosynthétique, diminuant sa production d'électrons (Fig. 1). Ce mécanisme est activé dans les 10 s suivant l'illumination et entraîne un ralentissement massif du flux d'électrons de 3 fois (Fig. 2). Ce mécanisme est réversible et peut être désactivé (récupération du flux d'électrons rapide) après une incubation anoxique à l'obscurité pendant 15 min (Fig. 4).

Suite à l'induction anaérobie, des voies de flux d'électrons alternatives associées à une activité ATPase accrue génèrent un potentiel redox supplémentaire et un apport d'ATP, la fixation du CO2 s'initie et une augmentation générale du flux d'électrons apparaît7,14,31. Il a été précédemment montré que la force motrice protonique améliorée active le "contrôle photosynthétique" dans lequel le taux de flux d'électrons à travers Cytb6f est diminué3. Une telle diminution entraîne une réduction continue du pool de PQ et entrave l'activité du PSII, générant ainsi une pression excessive sur son côté accepteur. Cette situation fournit le fondement de l'hypothèse soulevée par Cardona et al, déclarant que : "Un commutateur côté accepteur, s'il existe, pourrait par exemple être déclenché par la formation de QA- avant que le QBH2 ait quitté le site ou la formation de QB- avant que QH2 n'ait dégagé le chenal et reste à proximité de l'hème"41.

Lors d'une exposition à la lumière aérobie, il a été démontré que l'activation de l'extinction non photochimique diminuait le rendement de la récolte de lumière PSII42,43,44,45, atténuant la pression causée par un excès de lumière. Dans ce travail, qui se concentre sur l'anoxie, nous avons également observé des changements dans la fluorescence Chl a (Fig. 2c), qui peuvent être interprétés à tort comme des changements dans le NPQ. Cependant, ce n'est pas la composante qE dépendante de l'énergie du NPQ, car elle devrait être relâchée en moins d'une minute, ni la transition d'état qui s'est avérée non corrélée (Figure 3 supplémentaire). De plus, les différences de fluorescence ne proviennent pas de la photoinhibition, car les impulsions saturantes et les mesures ECS n'ont montré aucune différence entre les fluctuations de lumière (voir Fig. 1c, d et les figures supplémentaires 4, 6). En fait, nous avons observé que les limitations du côté accepteur se dissipaient dans l'obscurité, dans un laps de temps inférieur à 3 min, comme en témoignent les mesures ECS (Fig. 1d). Enfin, les données TL (Fig. 4d) identifient l'origine de ce mécanisme de ralentissement anoxique au PSII. Nous pouvons donc conclure que les limitations de l'accepteur généré impliquent des changements intrinsèques dans le PSII, diminuant sa production d'électrons. Cette diminution de la production se traduit par une diminution apparente du flux d'électrons linéaire, considérée comme une diminution du taux de production de H2 par les cellules.

La question restante ci-après est la suivante : quel est le mécanisme qui se cache derrière cette apparente diminution de la production d'électrons du PSII ? Récemment, il a été montré que la pression d'excitation, causée par un pool de PQ trop réduit, entraîne une réduction excessive des QA et QB du PSII. La formation accrue de QA- modifie la constante de dissociation de la molécule HCO3- et peut provoquer sa libération46. Plus tard, le site inoccupé favorise une fixation alternative d'une molécule d'O247. À ce stade, un semi-quinol re-réduit à QA- ne peut pas transférer l'électron jusqu'à QB, car la molécule de fer non hémique est attachée à O2. Il est donc probable que cette molécule O2 subira une réduction par QA- et libérera le radical oxydatif O2●¯47,48, qui pourra ensuite être converti en peroxyde. Ce processus diminuera sans aucun doute la sortie d'électrons apparente du PSII, comme on peut l'observer ici (Figs. 1c, 2c et 4c). Cette observation coïncide avec la diminution d'activité observée des complexes purifiés dans des conditions anoxiques en présence d'un excès de quinone oxydée (DCBQ) (Fig. 3). Cependant, nous avons également observé un ralentissement supplémentaire de l'activité du PSII sous anoxie, se produisant en présence d'un excès de bicarbonate (Fig. 3). De plus, il faut garder à l'esprit que les observations in vivo (Fig. 4) montrent que la désactivation de ce ralentissement et la récupération du taux de PSII 3 fois plus rapide d'origine nécessitent une incubation minimale de 15 min dans l'anoxie sombre - assez longue pour une liaison directe d'un ligand à sa cible. Par conséquent, il semble que bien que les modulations des affinités du fer non hémique avec le bicarbonate diminuent le débit du flux d'électrons linéaire apparent, elles déclenchent également des changements supplémentaires, qui pourraient avoir un effet prolongé.

Une hypothèse implique un changement de conformation, dans lequel la molécule HCO3 est remplacée par un résidu glutamate de PsbD (E241-D2). Récemment, une telle structure s'est avérée exister dans le PSII49 cyanobactérien immature. Cela a été possible grâce à la fixation d'une autre sous-unité, appelée Psb28 (qui partage certaines similitudes fonctionnelles avec la sous-unité PsbW50 de la plante), qui forme une liaison forte à une boucle sur PsbA. Une telle distorsion pousse le résidu E241-D2 vers le fer non hémique et stabilise le complexe. Il a également été postulé qu'une telle conformation pourrait aider le processus d'assemblage du PSII en permettant le transfert d'électrons résiduels. À cet égard, il convient de noter que la position du E241-D2 à côté du fer non héminique est structurellement similaire à celle du E234-M du centre de réaction bactérienne anoxygénique51 (pour une comparaison plus approfondie, voir les réf. 41,52, 53). Nous pourrions alors postuler que de tels changements sont réalisables sous anoxie et pourraient être à l'origine du taux d'activité modifié. Cela pourrait également expliquer pourquoi la relaxation des complexes à leur activité optimale prend une longue période de temps. Cependant, à ce jour, une telle conformation n'a pas été détectée dans des complexes PSII isolés, et nous ne pouvions donc que spéculer sur son existence et sa fonction possible.

Alternativement, une fois que la chaîne de transport d'électrons photosynthétique est trop réduite et qu'un découplage entre la sortie d'électrons PSII et l'évolution d'O2 est établi54, on peut suggérer que le mécanisme de ralentissement n'est pas une rétro-réaction de charge radiative directe, mais plutôt une émergence de flux d'électrons cycliques. dans PSII vraisemblablement via Cytb559. Ainsi, l'hème réduit au Cytb559 réintroduit les électrons vers la paire chlorophylle de P680, vers le site QA, d'une manière qui dépend de l'état potentiel de l'hème55. En effet, Cytb559 a été postulé pour être capable d'oxyder le plastoquinol du site QB et ainsi atténuer les limitations de l'accepteur PSII56, et des recherches récentes ont corrélé entre la diminution de l'activité de l'OEC et le flux d'électrons augmentatif via cette voie cyclique57. Cependant, le mécanisme d'une telle voie reste insaisissable et nécessitera d'autres études à l'avenir. Dans tous les cas, la pression électronique ajoutée sera atténuée par un accepteur d'électrons local alternatif, qui pourrait éventuellement être O2 à proximité du PSII.

En conclusion, nous décrivons ici un mécanisme inattendu diminuant la production d'électrons PSII sous anoxie. Ce processus peut empêcher la surexcitation de l'appareil photosynthétique, atténuant ainsi les dommages oxydatifs. Révéler ses détails mécanistes nécessitera, bien sûr, des preuves expérimentales supplémentaires et des considérations théoriques. Pourtant, malheureusement, cette diminution du flux d'électrons linéaire apparent diminue également la production d'électrons de l'ensemble de l'appareil photosynthétique, posant de nouveaux obstacles à surmonter dans la recherche de sources d'énergie renouvelables basées sur la photosynthèse. Dans l'état actuel des choses, ce mécanisme est le plafond de verre qui réduit le rendement de la production photosynthétique de H2 à seulement un tiers de son potentiel.

La souche CC124 de Chlamydomonas reinhardtii (137c mt-) a été obtenue auprès du Chlamydomonas Resource Center. Les cultures cellulaires ont été maintenues et cultivées dans des erlenmeyers sous illumination continue (à une irradiance de 60 μE m-2 s-1) en milieu TAP (ou TP pour les cultures autotrophes). Des échantillons de cellules ont été prélevés dans des cultures en phase logarithmique précoce (entre 2 et 5 mg Chl mL-1). La concentration de chlorophylle a été déterminée en utilisant de l'acétone à 90 % selon Ritchie58.

Les cellules ont été centrifugées à une concentration finale de 20 mg Chl mL-1 dans TAP (ou TP pour les cultures autotrophes), HEPES 50 mM, pH 7,2, et placées dans une cuvette en quartz scellée (5 mL). Lorsque cela est indiqué, de la glucose oxydase (200 unités mL-1), de la catalase (200 unités mL-1) et du glucose (50 mM) ont été ajoutés pour éliminer les traces d'O2. L'induction anaérobie a été obtenue en maintenant les cellules dans l'obscurité pendant une heure. Si indiqué, 40 µM (concentration finale) de 3-(3,4-dichlorophényl)-1,1-diméthylurée (DCMU, Sigma-Aldrich) et 1 mM (concentration finale) d'hydroxylamine (HA, Sigma-Aldrich) ont été ajoutés 10 min avant les mesures. Dans toutes les expériences qui ont été menées dans le JTS, 10 % de Ficoll ont été ajoutés avant l'induction, pour éviter la sédimentation cellulaire.

Pour suivre la concentration de gaz diffusés, tels que H2 et O2, la cuvette expérimentale a été placée dans un spectromètre de masse à entrée de membrane (MIMS) construit à la maison, comme décrit dans la réf. 16. Simultanément, des mesures de fluorescence Chl a ont été effectuées à l'aide d'un DUAL-PAM-100 (Heinz Walz Gmbh, Effeltrich, Allemagne). La transition d'état de surveillance a été effectuée en prélevant des échantillons de cellules directement à partir de la cuvette expérimentale (50 μL) et en les injectant dans un capillaire en verre et en l'insérant dans un Dewar en verre (Horiba) rempli d'azote liquide (à 77 ° K). Les échantillons ont ensuite été mesurés dans un fluorimètre (Horiba Fluoromax-4), avec une lumière d'excitation de 435 nm. L'émission a été mesurée entre 650 et 750 nm.

Les décalages électrochromiques (ECS) ont été détectés à l'aide d'un spectromètre de type Joliot (JTS-100, Biologic SAS, France), fourni avec un BiLED, capable de mesurer simultanément l'absorbance de 520 et 546 nm, comme décrit dans la réf. 59. Lorsque cela est indiqué, les flashs laser ont été pompés par un laser Nd: YAG à fréquence doublée (Litron nano), la longueur d'onde d'excitation a été ajustée à l'aide d'un colorant (DCM, colorant laser exciton). Lorsque les cellules sont exposées à un seul flash laser de renouvellement, leur absorbance est modifiée via un changement de phase en 3 phases27. L'augmentation initiale du signal ECS (appelée "phase a") dure moins d'une milliseconde et est le produit de séparations de charge se produisant dans les deux photosystèmes, par conséquent une diminution du signal peut rendre compte de leur dégradation. Au cours de la deuxième phase (appelée "phase b"), qui dure généralement jusqu'à 10 ms28, le signal ECS augmente en raison de l'accumulation du potentiel de membrane, principalement via Cytb6f. Dans la phase finale (appelée "phase c"), le signal diminue de façon exponentielle en raison de la dissipation de rupture du potentiel de membrane via l'activité ATPase. Puisqu'aucune différence dans l'amplitude de la "phase a" n'a été observée (Figure 3 supplémentaire), les résultats ont été normalisés. Les différences observées dans la cinétique de la "phase b" et de la "phase c" apparentes ont été utilisées pour déterminer les déplacements du potentiel redox à travers la membrane thylakoïde.

Les cellules ont été centrifugées brièvement, transférées dans un milieu minimal (TP) à une concentration finale de 15 mg Chl mL-1. Les cultures anaérobies ont été placées dans des flacons hypoviaux de 13 ml et rincées avec du N2 pendant 10 min à l'obscurité, suivies d'une heure supplémentaire d'incubation à l'obscurité avec agitation continue. Les cultures illuminées ont été soumises à 2 min d'exposition à la lumière (à une irradiance de 370 μE m-2 s-1), suivies de 5 ou 15 min d'obscurité avant d'être échantillonnées (300 µL). Les mesures TL ont été effectuées par un appareil TL sur mesure, comme décrit dans la réf. 60. Pour les mesures, les échantillons ont été placés sur une plaque de cuivre à l'air, reliée à un doigt froid immergé dans du N2 liquide. Un serpentin chauffant (SEI 10/50, Thermocoax, France) a assuré la température souhaitée de l'échantillon pendant la mesure. Il convient de noter que dans le cas de cellules entières, la congélation avant les mesures de TL n'est pas recommandée en raison d'éventuels dommages cellulaires35. Par conséquent, les échantillons d'algues ont été excités à 4 °C, par deux flashs Xe saturants uniques (d'une durée de 1,5 μs à la moitié du temps). intensité maximale, avec un délai de 1 s entre les flashs). Suite à cela, l'échantillon a été chauffé à 70 ° C dans l'obscurité avec une vitesse de chauffage de 20 ° C min-1. Le TL émis a été mesuré avec un photomultiplicateur (H10721-20, Hamamatsu, Japon) simultanément avec l'enregistrement de la température.

Des cellules de Chlamydomonas reinhardtii ont été cultivées dans un milieu TAP de 10 L. Les cellules ont été cultivées sous agitation constante et barbotage d'air sous lumière blanche continue (35–40 µE m−² s−¹) à 18 °C jusqu'à ce que la DO730 finale atteigne 0,5–0,7. Ensuite, la culture a été vérifiée pour l'évolution de l'O2, récoltée par centrifugation à 3500 × g pendant 5 min et remise en suspension dans un milieu contenant 25 mM HEPES pH 7,5, 300 mM de saccharose et 5 mM MgCl2. Les cellules ont été lavées une fois dans le même tampon, centrifugées à 5000 × g pendant 5 min et remises en suspension dans un tampon principal contenant 25 mM MES-NaOH, pH 6,5, 1 mM MgCl2, 10 mM NaCl, 1 M bétaïne, 200 mM saccharose, et 10% de glycérol. Un cocktail d'inhibiteurs de protéase a été ajouté aux concentrations finales de 1 mM de PMSF, 1 μM de pepstatine, 60 μM de bestatine et 1 mM de benzamidine. Les cellules ont été rompues par un Avestin EmulsiFlex-C3 à 2000 psi (deux cycles). Les cellules intactes et les granules d'amidon ont été éliminés par centrifugation à 12 000 × g pendant 5 min et les membranes du surnageant ont été précipitées par centrifugation dans un rotor Ti70 à 273 300 × g pendant 40 min. Le culot a été remis en suspension dans le même tampon de rupture donnant une concentration de chlorophylle de 2 mg Chl mL-1. Le n-décyl-α-D-maltopyranoside (α-DM) et le n-octyl β-D-glucopyranoside ont été ajoutés goutte à goutte à une concentration finale de 2, 5% chacun et une concentration finale de chlorophylle de 1 mg Chl mL-1. Après agitation à 4 °C pendant 30 min, l'insoluble a été éliminé par centrifugation à 12 000 × g pendant 10 min. Le surnageant a été chargé sur des gradients de saccharose dans un rotor SW-60 (≈900 μg de chlorophylle par tube), composition du gradient 15–40 % de saccharose, 25 mM MES-NaOH, pH 6,0, bétaïne 0,5 M, 10 % glycérol, 0,2 % α- DM et exécuté à 310 000 × g pendant 14 à 16 h. Les deux bandes inférieures ont été collectées et mesurées directement (la congélation n'est pas possible car la qualité de l'échantillon se détériore rapidement) comme décrit ci-dessous.

Pour la détermination de l'évolution de l'O2, du PSII purifié à une concentration finale de 10 µg chl mL-1 a été reconstitué dans du MES-NaOH 25 mM, pH 6,5, MgCl2 2,5 mM, CaCl2 2,5 mM, bétaïne 1 M, glycérol 12,5 %, NaHCO3 10 mM, 0,05 % α-DM additionné de 350 µM de 2,6-Dichloro-1,4-benzoquinone (DCBQ) fraîchement préparé jusqu'à un volume final de 1 mL, et placé dans un flacon en verre thermorégulé ALGi, coiffé d'un bouchon en silicone. La concentration en O2 a été obtenue à l'aide d'un capteur O2 optique (Pyroscience FireSting, sonde OXROB3). Le mélange réactionnel a été exposé à : 5, 10, 20 ou 30 s d'éclairage (370 µE m−² s−¹, lumière LED blanche) avec une minute d'obscurité entre les expositions. Afin d'établir des conditions anaérobies, un flux constant de gaz N2 a été injecté dans l'espace de tête du flacon à travers une aiguille d'entrée. Les niveaux d'O2 ont été surveillés pendant quelques minutes, jusqu'à ce que la concentration d'O2 soit réduite à 10 μM. Après quoi, l'aiguille a été éjectée et l'expérience lancée comme décrit ci-dessus.

Pour générer des réplications biologiques, des cultures cellulaires ont été inoculées à partir de colonies uniques avant chaque expérience. Depuis les Fig. Les panneaux 1, 2 et 4 a–c décrivent un phénomène cinétique, les résultats sont présentés dans leurs traces originales, des résultats moyennés, pour améliorer la visibilité et la clarté des figures. Les répétitions ont montré le même rapport de changement tel que décrit et présenté dans le texte. Les complexes PSII purifiés ont été récoltés à partir de thylakoïdes isolés avant chaque expérience pour empêcher la détérioration de l'activité. Les répétitions simples et leur résultat moyen sont présentés dans le fichier de matériel supplémentaire joint (Données supplémentaires 1). Des différences significatives dans toutes les figures entre les expositions initiales et successives à la lumière ont été calculées à l'aide d'un test t de Student, dans Microsoft Excel, ainsi que les diagrammes en boîte présentés dans les figures. 3 et 4d.

Toutes les données sont présentées dans ce MS, les fichiers Excel des données brutes sont disponibles en tant que matériel supplémentaire (Données supplémentaires 1). En cas de demande supplémentaire, des données supplémentaires peuvent être partagées avec toute personne intéressée.

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Nous remercions M. Hippler et F. Buchert de WWU Münster, Allemagne pour une discussion constructive. Nous remercions N. Shahar de TAU, Israël pour avoir lu attentivement le manuscrit et pour ses commentaires et László Kovács (BRC Szeged) pour son aide avec les mesures TL. Ce travail a été soutenu par le programme Lendület/Momentum de l'Académie hongroise des sciences (subvention de recherche LP2014/19 à SZT) et le Bureau national de la recherche, du développement et de l'innovation (K132600 et FK 135633) subventions de recherche à SZT et VN), et par l'Israel Science Foundation (numéro de subvention 941/22 à IY).

École des sciences végétales et de la sécurité alimentaire, Faculté des sciences de la vie George S. Wise, Université de Tel Aviv, Ramat Aviv, Tel Aviv, 69978, Israël

Yuval Milrad, Tamar Elman & Iftach Yacoby

Institut de biologie végétale, Centre de recherche biologique, Szeged, Timisoara krt. 62, H-6726 Szeged, Hongrie

Valéria Nagy & Szilvia Z. Toth

Département de biochimie, Faculté des sciences de la vie George S. Wise, Université de Tel Aviv, Ramat Aviv, Tel Aviv, 69978, Israël

Maria Fadeeva

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Recherche conçue par YM, SZT et IY ; YM, TE, VN et IY ont effectué des recherches ; MF a fourni du PSII purifié; YM, SZT et IY ont analysé les données ; YM, SZT et IY sont les auteurs de l'article.

Correspondance à Iftach Yacoby.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Communications Biology remercie Faisal Koua, Bill Rutherford et les autres examinateurs anonymes pour leur contribution à l'examen par les pairs de ce travail. Rédacteur en chef de la gestion principale : David Favero. Les rapports des pairs examinateurs sont disponibles.

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Réimpressions et autorisations

Milrad, Y., Nagy, V., Elman, T. et al. Un contrôle photosynthétique PSII est activé dans des cultures anoxiques d'algues vertes après illumination. Commun Biol 6, 514 (2023). https://doi.org/10.1038/s42003-023-04890-3

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Reçu : 08 septembre 2022

Accepté : 01 mai 2023

Publié: 12 mai 2023

DOI : https://doi.org/10.1038/s42003-023-04890-3

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